馬臟器組織單個核細胞分離液
為帶有乳光或微乳光的滅菌水溶液。主要成分是 Ficoll 400 與泛影酸葡甲胺。適用
于從血液或組織中分離單個核細胞，在醫療和醫學生物學研究中廣泛應用。
其他人及動物多種比重細胞分離液。注：因不同種屬不同比重分離液的細胞離散系數及
細胞帶電不同，所以用戶在定制分離液時應提供所需分離液的比重、動物的種屬及被分離細
胞的名稱。
馬臟器組織分離液
產品目錄
1. 適用于各種動物血液及組織本系列產品檢索
2. 相關試劑及耗材
3. 注意事項
4. 應用
5. 產品性能指標
6. 貯藏及保存期限
7. 實驗前準備
8. 使用方法說明及圖例
8.1 血液樣本分離液使用說明及圖例
8.2 組織分離液使用說明及圖例
9. HES-TBD550 使用說明
10. 組織單細胞懸液的制備
11. 生產企業
12. 參考文獻
1. 適用于各種動物血液及組織 于各種動物血液及組織本系列產品檢索：：：
貨號 品牌 產品名稱 規格 報價
| 胰島細胞分離液試劑盒 | ||||
| ISC2011H | TBD | 人胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011RAT | TBD | 大鼠胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011M | TBD | 小鼠胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011R | TBD | 兔胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011D | TBD | 狗胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011B | TBD | 牛胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011G | TBD | 豚鼠胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISC2011C | TBD | 雞胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISHY2011M | TBD | 猴胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISHY2011P | TBD | 豬胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISHY2011H | TBD | 馬胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
| ISHY2011G | TBD | 狗胰島細胞分離液試劑盒 | 4*50ml | 600 |
3. 注意事項
A． 本分離液是敏光型的，在運輸和貯藏過程中應在 18℃-25℃避光保存，啟封后置 4
℃保存避免微生物污染。另外，本品為真空包裝，未啟封前置于 10℃ 以下易出現白色結晶，
影響分離效果。
B． 待分離的血液、組織及細胞要求新鮮，避免冷凍和冷藏。分離液和所分離樣本一
定在20℃水浴箱中復溫20分鐘保證分離液和所分離樣本溫度在20℃±2℃時分離效果，
且所有操作過程一定要在無菌條件下進行。
C． 由于各品牌離心機的性能不同，國內南北地區溫度環境和四季的差異，可能影響
分離效果，用戶可以調節離心轉數，調節離心的時間，摸索*的分離條件（具體分離條件
各實驗室自定）。
D． 使用無靜電反應的離心管，推薦使用未經過堿處理的玻璃離心管。
E． *抗凝劑選擇：EDTA、枸櫞酸、肝素。應注意在血液稀釋過程中應去除抗凝劑
體積。
F． 分離過程中所用其他試劑如：羥乙已基淀粉 550、全血及組織稀釋液、細胞洗滌液及
紅細胞裂解液等以我公司產品為*選擇，本公司相關系列產品無菌、無病毒、無支原體、
低內毒素水平且無細胞毒性，所獲得的細胞可保持完好的生物活性和完整的細胞形態。
4. 應. 用
適用于從各種動物血液或組織中分離單個核細胞。
5.. . . 產品性能指標
pH 7.0-7.5
滲透壓 280-340mOsmol/kg
內毒素 ≤0.5...EU/ml
無菌 直接接種培養 14 天后培養基澄清
澄明度及不溶性顆粒物 每 50ml 溶液中含 10μm 以上的不溶性微粒 以上的不溶性微粒 20 粒以下，，，含 25μm 以上的不溶性微粒 以上的不溶性微粒 5 粒以下
6.. . . 貯藏及保存期限 貯藏及保存期限
18℃-25℃避光保存，有效期兩年。啟封后置 4℃保存，有效期一周。
注：：：：若保證無微生物污染，啟封后可置 4℃長期保存。但應注意保存溫度較低時本分離液易出現白色結晶，影響分離效果。
7. 實驗材料 7. 實驗材料
A． 試劑
單個核細胞分離液、全血及組織稀釋液、細胞洗滌液、羥乙已基淀粉 550、胎牛血清
B． 器材
玻璃離心管、玻璃滴管水平轉子離心機、無菌工作臺
8.. . . 使用方法說明及圖例 使用方法說明及圖例
8.1. 血液樣本分離液使用說明及圖例
A. 小量分離 A. 小量分離-使用 1-2ml 新鮮抗凝血（分離圖例見圖例 （分離圖例見圖例 1）：：
a. 取新鮮抗凝血 1-2ml，與全血及組織稀釋液（Cat#：2010C1119）1:1 混勻；
b. 小心加于與混合液等體積的細胞分離液之液面上；
c. 以 400g（約 1500 轉/分）離心 15 分鐘(半徑 15cm 水平轉子)；
此時離心管中由上至下細胞分為四層。*層；為血漿層。第二層；；；為環狀乳白色 ；為環狀乳白色單個核細胞層。。。。第三層；為透明分離液層。第四層；為紅細胞層。收集第二層細胞放入含 4-5ml細胞洗滌液（Cat#：2010X1118）的試管中，充分混勻后，以 500g（約 1800 轉/分）離心 20分鐘，棄去上清留沉淀細胞重新懸起。重復洗滌 2 次即得所需細胞。
B. 中量分離 B. 中量分離-使用 5-10ml 新鮮抗凝血（分離圖例見圖例 （分離圖例見圖例 1）：：
a. 取新鮮抗凝血 5-10ml，與全血及組織稀釋液（Cat#：2010C1119）1:1 混勻；
b. 將混合液小心疊加于細胞分離液之液面上（混合液：：：分離液 ：=2==：=：：：1）；
c. 以 500g（約 1800 轉/分）離心 15 分鐘(半徑 15cm 水平轉子)；
此時離心管中由上至下細胞分為四層。*層；為血漿層。第二層；；；為環狀乳白色 ；為環狀乳白色單個核細胞層。。。。第三層；為透明分離液層。第四層；為紅細胞層。收集第二層細胞放入含 10ml細胞洗滌液（Cat#：2010X1118）的試管中，充分混勻后，以 500g（約 1800 轉/分）離心 20分鐘，棄去上清留沉淀細胞重新懸起。重復洗滌 2 次即得所需細胞。
C. 大量分離 C. 大量分離 I-使用 20ml 新鮮抗凝血（分離圖例見圖例 （分離圖例見圖例 2）：：
a. 取新鮮抗凝血 20ml 以 200g（約 1100 轉/分）離心 20 分鐘棄去血漿；
b. 向棄去血漿的血細胞 棄去血漿的血細胞中加入全血及組織稀釋液（Cat#：2010C1119）12ml 小心混勻；
c. 將混合液小心疊加于細胞分離液之液面上（混合液：：：分離液 ：=2==：=：：：1）；
d. 以 600g（約 2000 轉/分）離心 15 分鐘(半徑 15cm 水平轉子)；
此時離心管中由上至下細胞分為四層。*層；為血漿層。第二層；；；為環狀乳白色 ；為環狀乳白色單個
核細胞層。。。。第三層；為透明分離液層。第四層；為紅細胞層。收集第二層細胞放入含 20ml
細胞洗滌液（Cat#：2010X1118）的試管中，充分混勻后，以 500g（約 1800 轉/分）離心 20分鐘，棄去上清留沉淀細胞重新懸起。重復洗滌 2 次即得所需細胞。
D. 大量分離 D. 大量分離 II-使用 50ml 新鮮抗凝血（分離圖例見圖例 （分離圖例見圖例 3）：：
a. 取新鮮抗凝血50ml 與 HES 50ml HES----TBD550 液 1:1 混合后再與 1 份注射用生理鹽水混勻 20℃-30
℃靜置 20-30 分鐘。吸取混濁的上清液備用，棄去底部紅細胞。
b. 將步驟 1 中留取的上清液以 200g（約 1100 轉/分）離心 20 分鐘棄去上清保留沉淀細
胞；
c. 向沉淀的細胞中加入全血及組織稀釋液（Cat#：2010C1119）20ml 小心混勻；
d. 將混合液小心疊加于細胞分離液之液面上（混合液：：：分離液 ：=2==：=：：：1）；
e. 以 600g（約 2000 轉/分）離心 15 分鐘(半徑 15cm 水平轉子)；
此時離心管中由上至下細胞分為四層。*層；為血漿層。第二層；；；為環狀乳白色 ；為環狀乳白色單個
核細胞層。。。。第三層；為透明分離液層。第四層；為紅細胞層。收集第二層細胞放入含 20ml
細胞洗滌液（Cat#：2010X1118）的試管中，充分混勻后，以 500g（約 1800 轉/分）離心 20
分鐘，棄去上清留沉淀細胞重新懸起。重復洗滌 2 次即得所需細胞。
注：：：：提取率約為 80%。。。。
血液（人）中各細胞含量參考值 中各細胞含量參考值：：： ：
男：4.0-5.5×1012/L(400-550 萬個/mm3
)
女：3.5-5.0×1012/L(350-500 萬個/mm3 紅細胞 )
新生兒：6.0-7.0×1012/L(600-700 萬個/mm3
)
成人：4.0-10.0×109
/L(4000-10000 個/mm3
) 白細胞 新生兒：15.0-20.0×109
/L（15000-20000 個/mm3
)
血小板 100-300×109
/L（10 萬-30 萬個/mm3
)
名稱 占白細胞總數百分比 占白細胞總數百分比
嗜中性粒細胞 30%-70%
嗜酸性粒細胞 0.5%-5%
嗜堿性粒細胞 0%-1%
淋巴細胞 20%-40%
白細胞分
類計數
單核細胞 3%-8%
分離圖例 3
抗凝血 50ml 與 HES-TBD550 1：1 混合后再與 1 份注射用生理鹽水混勻 20℃-30℃靜置 20-30 分鐘
8.2 組織分離液使用說明及圖例 8.2 組織分離液使用說明及圖例
A．取組織勻漿單細胞懸液（細胞濃度為 2×108
-1×109個/ml，具體制備方法參照“10.組織
單細胞懸液的制備”）2ml，小心加于 2ml 細胞分離液之液面上；
B．以 400g（約 1500 轉/分）離心 15 分鐘(半徑 15cm 水平轉子)；
此時離心管中由上至下細胞分為四層。*層；為胎牛血清液層。第二層；；；為環狀乳白色 ；為環狀乳白色單
個核細胞層。。。第三層；為透明分離液層。第四層；為紅細胞層。收集第二層細胞放入含 4-5ml
細胞洗滌液（Cat#：2010X1118）的試管中，充分混勻后，以 500g（約 1800 轉/分）離心 20
分鐘，棄去上清留沉淀細胞重新懸起。重復洗滌 2 次即得所需細胞。
9. HES. . HES-TBD550 使用說明
HES 是從支鏈淀粉衍生出來的，是富含淀粉的復合物，其生理和化學特性主要由羥乙已基
取代度即取代級、平均分子量決定。大量實驗表明平均分子量越大對紅細胞的凝集作用越強，
有效提高紅細胞的沉降速度，從而使紅細胞與其它細胞分離。故而，使用 HES-TBD550（羥
乙已基淀粉 550）沉淀法是一種高效的細胞分離方法。
間充質干細胞(mesenchymal stem cells ,MSCs) 是指一群可向成骨細胞、成脂肪細胞、
骨髓基質細胞、肝臟細胞、心肌細胞和神經細胞等多種細胞分化的多潛能組織干細胞,是在
細胞治療、基因治療中有效發揮作用的理想工程細胞。MSCs 不僅存在于骨髓,也可從臍血、
外周血中以及脂肪組織、肌肉、胎兒器官、大腦、牙齒中分離。UCB - MSCs 的分離、篩選、
增殖、分化與臍血樣本的選擇、培養基的差異以及分離、擴增分化過程中操作技術等多種因
素有關。目前用于 UCB - MSCs 分離的方法有:貼壁篩選法、密度梯度離心法、流式細胞儀
法和免疫磁珠法。流式細胞儀法對細胞損傷較大，免疫磁珠法價格相對較貴且由于抗原抗體
反應也容易改變細胞原有特性，而 HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550）聯合密度梯度離心法常與貼壁篩選法結合使用,可提高所得 UCB - MSCs 的純度，目前研究多采用此法。國內不少學者采用羥乙已基淀粉沉淀紅細胞，然后再進行離心分離單個核細胞，也取得不錯結果。實驗證明采用隨機數字表法，將每份臍血隨機分入兩個不同處理組，從而將臍血樣本的個體差異減小到zui小程度。結果證實，HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550）聯合密度梯度離心法獲得的有核細胞數量明顯多于 FICOLL 密度梯度離心法。本實驗采用的羥乙已基淀粉商品名為
HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550），克分子滲透壓為 308mosm／L，膠體滲透壓為 68／36 mmHg,可影響紅細胞集聚性沉降率。紅細胞集聚是可遞性橋接結構形成的結果，由大的 HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550）分子處在紅細胞之間聯接而成。HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550）同時還阻礙白細胞和內皮細胞的黏附，并使平均血小板容積呈現微弱地降低，從而有輕度抑制血小板集聚的功能。臍血經 HES-TBD550（羥乙已基淀粉 550）處理后，可使紅細胞沉積至試管底，對其它主要成分包括干細胞無影響。經這樣處理后，實驗時間相對較短（平均為 1.5 h），步驟相對較少，細胞污染幾率小，從而使細胞數損失減少。結論證明，與相應的干細胞分離液聯合分離使用羥乙已基淀粉沉淀法是一種高效的臍血干細胞分離方法。
10.. . . 組織單細胞懸液的制備 組織單細胞懸液的制備
注：：：：A.. .. 本說明只提供機械勻漿制備單細胞懸液的方法 本說明只提供機械勻漿制備單細胞懸液的方法，，，酶消化法由于各實驗室選取的消 ，酶消化法由于各實驗室選取的消
化酶種類各不相同，，，，請各實驗室自行選擇進行試驗B.. .. 全過程及所需試劑要求無菌環境 全過程及所需試劑要求無菌環境。。。
剪碎法：：：將組織塊放入平皿后 ： ，加入少量組織勻漿液及 20%胎牛血清；用眼科剪將組織剪至勻漿狀，加入 5ml 組織勻漿液及 20%胎牛血清；用吸管吸取組織勻漿，用 100 目不銹鋼濾網(另購)過濾到試管內；離心沉淀1500轉/分×3 min，再用細胞洗滌液清洗3次，每次以500rpm短時低速離心除去細胞碎片，以 200 目不銹鋼濾網（另購）過濾去細胞團塊。作細胞計數并調整細胞濃度為（2～5）×107個/ml。常溫下放置, 待測細胞的活力。分離前用 20%胎牛血清或全血及組織稀釋液懸起細胞濃度為 2×108-1×109個/ml 的單細胞懸液備用。 勻漿器法：用眼科剪將組織剪成小塊；放入 70ml 組織研磨器內，加入 2ml 組織勻漿液及 20%胎牛血清；緩慢轉動研棒，研磨至勻漿；用 5ml 組織勻漿液及 20%胎牛血清沖洗研器；收集細胞懸液，經 200 目不銹鋼濾網（另購）過濾；離心沉淀 800rpm×2min ，再用細胞洗滌液洗 3 次，離心沉淀。作細胞計數并調整細胞濃度為（2～5）×107個/ml。常溫下放置, 待測細胞的活力。分離前用 20%胎牛血清或全血及組織稀釋液懸起細胞濃度為 2×108-1×109 個/ml 的單細胞懸液備用。
細胞計數方法: 細胞計數法是用來計數細胞懸液中細胞數量的一種方法。一般利用計數板（血球計數板）進行。既可用于分離（散）細胞培養接種前計數所制備的細胞懸液中的細胞數量，也可用于對培養物的細胞數量進行計數。不論計數的對象如何，均須制備分散的細胞懸液。 計數與計算過程
1）、在細胞計數板中央放置計數的蓋玻片。
2）、用玻璃虹吸管吸取細胞，讓虹吸管在蓋玻片上或下側的計數板凹蹧處流出懸液，至
蓋玻片被液體充滿為止。
3）、置顯微鏡下計數四角大方格內的細胞總數。對于壓線的細胞只計數在上線和左線者，
對于細胞團按單個細胞計數。
4）、按下式計數細胞懸液的密度：
細胞密度＝（4 個大格細胞總數/4）×104個/ml×稀釋倍數
公式中乘以 104因為計數板中每一個大格的體積為：
1.0mm（長）×1.0mm（寬）×0.1mm（高）＝0.1mm3
而 1ml＝1000mm3
細胞計數要點：：： ：
A． 進行細胞計數時，要求懸液中細胞數目不低于 104個/ml，如果細胞數目很少要進行離
心再懸浮于少量培養液中；顯微鏡下計數時，遇到 2 個以上細胞組成的細胞團，應按單個細
胞計算。如果細胞團>10％，說明細胞分散不充分; 或細胞數<200 個/10mm2或>500 個/10 mm2 時，說明稀釋不當，需重新制備細胞懸液。
B． 要求細胞懸液中的細胞分散良好，否則影響計數準確性。
C． 取樣計數前，應充分混勻細胞懸液，尤其是多次取樣計數時更要注意每次取樣都要混
勻，以求計數準確；
D． 數細胞的原則是只數完整的細胞，若細胞聚集成團時，只按照一個細胞計算。如果細
胞壓在格線上時，則只計上線，不計下線，只計左線，不計右線。
E． 操作時，注意蓋玻片下不能有氣泡，也不能讓懸液流入旁邊槽中，否則要重新計數。
初學者易犯的錯誤：：： ：
A． 計數前未將待測懸液吹打均勻。
B． 滴入細胞懸液時蓋玻片下出現氣泡。
C． 滴入懸液時的量太多，至使細胞懸液流入旁邊的槽中。
11. . . . 生產企業
12. . . . 參考文獻
［1］ Meier C, Middelanis J, Wasielewski B, et al. Spastic paresis after perinatal
brain damage in rats Is reduced by human cord blood mononuclear cells［J］. Pediatric
Research, 2006,59(2):244-249.
［ 2］ Boyle AJ, Schulman SP, Hare JM , et al. Stem cell therapy for cardiac
repair:ready for the next step［J］. Circulation, 2006, 114(4):339-352.
［3］ 程范軍,鄒 萍,楊漢東,等.人臍血間充質干/ 祖細胞誘導為心肌樣細胞的實驗研究［J］.
中華器官移植雜志,2003,24:220-222.
［4］ Dennis JE, Charbord P. Origin and differentiation of human and murine stroma
［J］. Stem Cells,2002,20(3):205.
［5］ Yu JC, Daniel TS, Ching PT, et al. Disparate mesenchyme-lineage tendencies
in mesenchymal stem cells from human bone marrow and Umbilical Cord Blood［J］. Stem
Cells, 2006,24(3) : 679-685.
［6］ Compagnoli C, Roberts IAG, Kumar S, et al. Identification of mesenchymal
stem/progenitor cells in human first trimester fetal blood, liver and bone marrow
［J］. Blood, 2001,98:2396-2402.
［7］ Miura M, Gronthos S, Zhao M, et al. SHED: stem cells from human exfoliated
deciduous teeth［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2003,100:5807–5812.
［8］ 遲作華, 張 洹, 何冬梅, 等. 臍血間充質干細胞培養條件的優化［J］. 中國實用內
科雜志,2006, 26(5):372-375.
［9］ 向 靜, 江德鵬, 王昌銘，等. 臍血單個核細胞體外培養和誘導后神經干細胞標志物
mRNA 的表達［J］. 重慶醫科大學學報,2005 ,30 (3):352-355.
［10］ 孫海梅，季鳳清，李榮平，等.不同培養條件下人臍血間充質干細胞的差異［J］. ***，
2006, 10( 45 )：51-53.
［11］ 朱美玲，伍新堯，陳汝光，等.不同分離方法分離臍血造血細胞效率的比較［J］. 中
國輸血雜志,2002 , 15 (3):179-780.
［12］ 鄭德先，吳克復，褚建新.現代實驗血液學研究方法與技術.北京醫科大學中國協和
醫科大學聯合出版社，1999.
［13］ 鄂征.組織培養.北京出版社，1995.
［14］ 朱立平，陳學清.免疫學常用實驗方法.人民軍醫出版社，2000.
